Selección y recolección de muestras
El éxito y valor final de analizar una muestra clínica en el laboratorio de microbacteriología, depende inicialmente del cuidado ejercido en la selección, recolección y envío de la muestra. La muestra seleccionada debe ser aquella que es más probable que contenga el agente causal y se debe hacer un esfuerzo para evitar su contaminación con organismos del medio ambiente.
• Leche
Las muestras de leche deben ser tomadas de animales que no hayan recibido tratamiento con antibióticos durante los últimos 10 días. Estas deben ser recolectadas en envases estériles bien cerrados y luego enviadas en refrigeración al laboratorio en el menor tiempo posible.
1. Lavar, enjuagar y secar la ubre.
2. Con una solución de alcohol al 70% desinfectarse las manos.
3. Con la misma solución y utilizando algodón desinfectar los pezones. Dejar secar (2 minutos). Eliminar los dos primeros chorros de leche antes de tomar la muestra.
4. Ordeñar recogiendo en un recipiente estéril sin topar sus bordes 3 ml aproximadamente, tomando proporcionalmente de los cuartos afectados, preferiblemente en recipientes de vidrio estériles.
5. En caso de que la infección esté plenamente localizada en uno de los cuartos o se requiera localizar el cuarto afectado, siguiendo las mismas recomendaciones, tomar de 2 a 3 ml de leche del cuarto afectado o de cada cuarto por separado.
6. Identificar la muestra correctamente y mantenerla refrigerada hasta la llegada al laboratorio.
• Heridas abiertas y exudados
En heridas abiertas, lo mismo que en exudados y raspados de garganta, los hisopos de algodón previamente esterilizados, son los que ofrecen las mayores ventajas:
1. En casos de heridas y exudados en contacto con las partes muy sucias del animal, se debe previamente lavar y secar la zona.
2. Con un hisopo estéril, raspar la zona afectada evitando el contacto con cualquier otra parte, introducir dentro de un tubo estéril con 3 ml de medio de transporte.
3. Mezclar adecuadamente la muestra con el medio de transporte y romper el mango del hisopo para eliminar la parte que ha estado en contacto con las manos.
4. Tapar el tubo evitando contaminar su interior. Identificarlo y enviarlo al laboratorio en refrigeración.
• Abscesos, edemas y líquido articular
Para obtener éste tipo de muestras, está indicada la punción con aguja fina.
1. Depilar, lavar y desinfectar el sitio de la punción.
2. Introducir la aguja en forma perpendicular a la zona de punción y a la profundidad necesaria de acuerdo al caso. Recuerde utilizar material estéril.
3. Aspirar la muestra hasta obtener una cantidad suficiente (1-2 ml).
4. Pasar la muestra a un tubo estéril o bien sellar la punta de la aguja de la jeringa con su tapa.
5. Identificar y enviar al laboratorio en refrigeración.
*Cuando la muestra no puede ser aspirada por lo denso del material, se puede inyectar en el sitio solución salina estéril.
•Órganos y tejidos
La recolección se realiza con asepsia y máximo una hora después de la muerte del animal.
1.Evitar contaminar el lugar de la lesión a muestrear, cortar trozos de tejido u órgano afectado de un grosor no menor de 3x3 cm, colocadas en bolsas individuales de polietileno u otros recipientes estériles.
2. Para evitar contaminación y sangrado, sin tocar el sitio de la lesión, sellar la muestra flameándola directamente o utilizando una espátula previamente flameada.
3. Depositar la muestra en un frasco estéril individual de boca ancha.
4. Las muestras deben enviarse refrigeradas al laboratorio. No utilizar formol.
Porciones de intestino deben enviarse con sus extremos amarrados y empacados individualmente.
•Hisopos
Los hisopos son la forma preferida para enviar muestras de secreciones (nasal, faríngea, ocular, cutánea, cervical, vaginal, etc.), exudados, contenido de abscesos, etc. introducidos en un medio de transporte adecuado y enviados en refrigeración.
•Exudado prepucial
La obtención de éste tipo de muestra es importante para el diagnóstico de las enfermedades infecciosas que afectan el sistema reproductor del macho.
1. Depilar, lavar con agua y jabón toda el área externa, verificando que el orificio externo del prepucio se mantenga seco.
2. Introducir una pipeta de plástico conectada a una jeringa (todo éste material estéril), en la parte más profunda de la cavidad. Se recomienda realizar un lavado de la cavidad prepucial, introduciendo aproximadamente 30 ml de solución salina estéril, con masajes de abajo hacia arriba por espacio de 5 a 20 minutos.
3. Atar el orificio externo del prepucio con una liga de caucho y aspirar el lavado al interior de la jeringa.
4. Pasar la muestra a un tubo estéril o bien sellar la jeringa jtorio.
•Semen
Cuando se sospecha de problemas de infertilidad en el macho es importante realizar un análisis de semen.
Existen tres procedimientos para la obtención de semen: el uso de un electroeyaculador, la estimulación de órganos sexuales y la vagina artificial.
La estimulación manual de los órganos genitales es la metodología recomendada para la obtención de semen.
1. Este procedimiento se realiza mediante palpación rectal estimulando la próstata, las vesículas seminales y la raíz del pene.
2. Los frascos o tubos utilizados para la recolección deben estar estériles y no contener ningún conservador.
3. Las muestras se conservan en refrigeración y deben ser procesadas lo más pronto posible (máximo 2 horas después de tomadas).
•Feto y placenta
La recolección de éste tipo de muestras es importante en casos de aborto, para investigación de brucelosis, leptospirosis, listeriosis, vibriosis, etc.
•Placenta
El procedimiento a seguir es similar al utilizado para recolección de órganos.
1. Utilizando guante protector, tomar porciones frescas que se encuentren dentro de la vagina.
2. Colocarlas en un frasco estéril de boca ancha.
3. Identificar y enviar refrigeradas al laboratorio.
Una muestra de sangre de la madre 2 semanas después del aborto es útil, sobre todo si se sospecha de brucelosis o leptospirosis, para las respectivas pruebas serológicas.
•Feto
1. Limpie el feto de suciedad, estiércol o paja con un guante protector.
2. Coloque el feto completo en un recipiente adecuado (bolsa de polietileno).
3. Envíe refrigerado al laboratorio. Si se sospecha de infección micótica es importante incluir una muestra de líquido abomasal (cuarto estómago), tomada de la misma forma como se recolectan abscesos o líquidos articulares pero enviando la muestra sin refrigerar. Se debe además recoger una muestra mediante raspado cutáneo del feto, como se describe a continuación:
a) Lavar la zona con agua y jabón
b) Desinfectar con alcohol al 70% o un antiséptico adecuado.
c) Dejar secar por 2 minutos.
d) Con una hoja de bisturí, o una placa portaobjetos, raspar la zona afectada.
e) Si hubiese pelos afectados, éstos deben arrancarse desde su raíz, con la ayuda de pinzas.
f) Enviar la muestra al laboratorio (en caja petri, sobre de papel o entre dos placas portaobjetos), sin refrigerar.
En caso tal que se sospeche de brucelosis se debe recolectar en forma aséptica el líquido abomasal (cuarto estómago del feto), utilizando material estéril y debe mantenerse en refrigeración hasta su envío al laboratorio.
•Secreción vaginal
Las infecciones uterinas (piómetra, endometritis), así como las infecciones localizadas, se manifiestan con la presencia de secreción.
1. Introducir en el canal vaginal un espéculo estéril.
2. Con un hisopo estéril, realizar barrido del contenido o secreción vaginal.
3. Mezclar la muestra con el medio de transporte adecuado y romper el mango del hisopo para eliminar la parte que ha estado en contacto con la mano.
4. Identificar y enviar la muestra al laboratorio.
•Cultivos micóticos (Hongos)
•Micosis superficiales:
Raspados cutáneos del borde de una lesión activa y pelo son las muestras preferidas para aislamiento de dermatofitos. Deben ser enviados al laboratorio en un tubo estéril tapado con un algodón o sobre de celofán. No enviar la muestra en medio de cultivo porque proliferan los hongos contaminantes.
Micosis profundas:
Las muestras (tejidos y órganos) deben ser enviadas en condiciones semejantes a las de bacteriología.
•Lesiones epidérmicas
Se recomienda rasurar el pelo del área circundante sin colocar ninguna sustancia antiséptica. Si existen pústulas se rompen con una aguja estéril y con un hisopo se obtiene el pus para el cultivo.
Si se sospecha la presencia de dermatofitos, se deben arrancar los pelos de la zona periférica a la lesión con una pinza estéril y se los coloca en una jeringa o frasco estéril para posterior observación microscópica con KOH 10-20% y cultivo micológico.
•Hemocultivos
Sangre con anticoagulante EDTA (Vacutainner tapa lila), refrigerada, enviar lo más pronto posible al laboratorio (máximo 4 horas).
Tomar muestras seriadas de sangre en medios de transporte especiales que podrán ser aportados por el laboratorio. Por lo general se toman tres muestras separadas por un intervalo de 2 o más horas. Rotular con nombre, fecha y hora de extracción.
El cultivo de sangre se realiza cuando se sospecha de bacteremia o septicemia. Se requiere una asepsia estricta ya que una pequeña contaminación puede producir un resultado erróneo. Antes de proceder a la toma de sangre, el lugar de la punción debe ser afeitado y limpiado con jabón. Desinfectar con alcohol etílico al 70% y posteriormente aplicar solución yodada. Dejar secar durante un minuto para que pueda ejercer su acción.
No se aconseja la extracción de la sangre a través de catéteres ya que estos dispositivos pueden albergar bacterias que los han colonizado dando lugar a falsos positivos.
•Secreción ótica y nasal
Se inserta un hisopo protegido hasta el nivel del canal horizontal del pabellón auricular o de los orificios nasales según la muestra, se recoge la muestra por rotación y luego de retirado se inserta en el medio de transporte suministrado por el laboratorio. Con otro hisopo tomar muestras de la misma manera realizando 2 a 3 extendidos sobre portaobjetos.
•Secreción ocular
La toma debe ser realizada previamente a toda intervención ocular, se recomienda utilizar hisopos estériles humedecidos con solución fisiológica estéril. Tocar el ojo con el hisopo y realizar un giro de 360° sobre la conjuntiva sin que toque párpados o pestañas.
•Urocultivo
Se recomienda la primera orina de la mañana ya que es la que tiene mayor tiempo de retención. La orina obtenida mediante cistocentesis es la muestra ideal para urocultivo pero no es de ninguna manera la única forma de tomarla, ya que la cateterización también puede ser considerada. Conservar la muestra refrigerada hasta su llegada al laboratorio.
•Materia fecal
La muestra puede ser tomada con un hisopo estéril eligiendo la zona de materia fecal recién emitida que contenga moco, pus o sangre.
Ante la sospecha de infección por Campylobacter spp., Yersinia spp. o Clostridium spp. programar con el laboratorio para remitir los medios de transporte.
•Muestras Anaerobias
Un factor crucial para el éxito de los cultivos anaeróbicos es el transporte de las muestras clínicas; el efecto letal del oxígeno atmosférico ha de ser anulado hasta que pueda ser procesado.
•Muestras apropiadas para cultivo anaerobio
- Pus o secreciones procedentes de heridas profundas o quirúrgicas.
- Abscesos.
- Téjidos obtenidos tras cirugía o por necropsia.
- Líquidos corporales: aspirados pleurales o peritoneales.
- Líquidos articulares o líquido cefalorraquídeo.
•Muestras no apropiadas para cultivo anaerobio
- Aspirados traqueales y broncoaspirados.
- Hisopos de mucosas.
- El material líquido para cultivo anaerobio se obtiene preferentemente con ayuda de una jeringa y aguja estériles, expulsando todo el aire contenido en ellas.
- En caso de lesiones o heridas cutáneas, siempre que sea posible, se debe aspirar el pus presente debajo de un colgajo de piel o en cavidades profundas mediante una aguja y jeringa. Si esto no es posible, utilizar un hisopo pero cuidando de tomar la muestra de las áreas más profundas y evitando tocar las áreas cutáneas adyacentes.
- Tejidos procedentes de necropsias o de cirugía (unos 2 cm de diámetro) normalmente conservan un ambiente anaerobio en el centro de la pieza, por lo que pueden introducirse y remitirse al laboratorio en un contenedor estéril.
- Este tipo de muestras no se refrigeran, ya que la absorción de oxigeno es mayor a menor temperatura. Conservar por tanto a temperatura ambiente.
•Raspado de piel para Parasitología
Raspar la zona de la piel que se desea evaluar con una hoja de bisturí hasta aparición de eritema. Colocar el material en un recipiente hermético ó entre un portaobjetos y un cubreobjetos con una gota de vaselina. Remitir al laboratorio inmediatamente.
•Muestra para Diagnóstico Micótico
1.- Escoja lesiones representativas o con pápulas, seborrea, pioderma, etc.
2.- Despeje la zona afectada y un cm a su alrededor con tijeras o máquina dejando los pelos máximo de medio cm y retirando excesos de detritus, limpiando la zona afectada suavemente con una gasa (no algodón) humedecida con alcohol al 70% o agua destilada estéril.
3.- Arranque los pelos con una pinza hemostática de la periferia en la zona afectada y colóquelos sobre una laminilla, luego con una hoja de bisturí raspe los márgenes de la lesión, lugar donde se encuentra activo el crecimiento del hongo, y coloque el material obtenido sobre la misma laminilla, luego cubrala con otra laminilla y fíjela con cinta adhesiva en los extremos para evitar que la muestra se caiga, se recomienda tomar muestras de varias lesiones para obtener la mayor cantidad de escamas posible.
Para el diagnóstico de ácaros se estruja la piel entre el pulgar e índice para facilitar la extracción de los ácaros desde los folículos pilosos. Esta misma técnica se usa para extraer ácaros del canal auricular externo proximal de los perros y ocasionalmente gatos. Se colocan 2 gotas de aceite mineral sobre la piel para facilitar la adherencia del material recogido a la hoja de bisturí y a la laminilla para evitar que los ácaros escapen.
Orina completa
Utilizar un recipiente estéril y mantener la muestra refrigerada. El tiempo máximo entre la toma de muestra y la llegada al laboratorio no debe ser mayor de 2 horas.
Momento de recolección: Es recomendable la primera orina de la mañana ya que se encuentra más concentrada.
Volumen ideal: 10 ml.
Conservación: Refrigerar la muestra hasta el momento del retiro de la misma. Las muestras dejadas a temperatura ambiente comienzan a descomponerse con rapidez. Conservar en refrigeración (4°C).
La orina se obtiene por caterización, cistocentesis o micción espontánea, especificando como fue su recolección ya que esto nos separa información diagnóstica de las patologías de vías urinarias inferiores y superiores. No se requiere EDTA para su colección: si la muestra es procesada antes de 30 minutos de su obtención se manda a temperatura ambiente, si el envío tarda más de 30 minutos se refrigera. Si tarda más de 4 horas en procesarse, una parte de la orina debe congelarse para la realizar el estudio bioquímico ya que este se puede alterar por desnaturalización de las sustancias químicas.
La muestra debe cubrirse con un papel de preferencia oscuro ya que la luz UV podría oxidar con mayor rapidez la bilirrubina y la convierte en biliverdina, como consecuencia la orina puede tener un aspecto verde y la prueba de tiras reactivas para bilirrubina es negativa.
Para el análisis de cálculos; remitir el o los cálculos dentro de un frasco limpio, seco y con tapa. Sin ningún tipo de conservador.
•Muestras de tejidos para Histopatología
1.- Al cortar, las muestras deben contener una parte del tejido afectado junto a otra de aspecto normal.
2.- El grosor de la muestra depende del tejido, pero por lo general no debe ser mayor de 0,5 cm.
3.- Colocar la muestra en un frasco que contenga formol al 10% en una cantidad que cubra al órgano completamente.
4.- Los recipientes para las muestras deben ser de boca ancha para que puedan salir íntegras y fácilmente. Las muestras para estudios histopatológicos no necesitan refrigeración y nunca deben congelarse.
5.- Acompañar la muestra con los datos del Paciente y del Propietario junto con una breve historia clínica.
•Muestras Procedentes de Necropsias
En algunas ocasiones para realizar un examen completo post-mortem es necesario complementar histopatología y microbiología. Dado que el tratamiento de las muestras es diferente, a continuación mostramos algunas indicaciones en el proceso de obtención de las muestras.
Selección de las muestras. El clínico realiza la necropsia enviando al laboratorio los órganos que considere más adecuados según lesiones macroscópicas y cuadro clínico.
Las muestras obtenidas para examen bacteriológico deben ser lo más asépticas posibles. Las piezas de los diferentes órganos se introducirán en envases estériles, separados y correctamente identificados.
Para el examen anatomopatológico se pueden enviar los diferentes órganos en el mismo envase.
Tamaño de las piezas. Se recomienda que no sean piezas muy grandes ya que es más fácil que se produzca una incorrecta refrigeración y en lo que respecta al estudio histopatológico, el formol no penetra profundamente en las porciones centrales.
El tamaño de las piezas por lo tanto no debe superar los 2 cm de diámetro. Si son piezas mayores hacer varias porciones del tejido a estudiar.
•Muestras de tejidos para Histopatología
1.- Al cortar, las muestras deben contener una parte del tejido afectado junto a otra de aspecto normal.
2.- El grosor de la muestra depende del tejido, pero por lo general no debe ser mayor de 0,5 cm.
3.- Colocar la muestra en un frasco que contenga formol al 10% en una cantidad que cubra al órgano completamente.
4.- Los recipientes para las muestras deben ser de boca ancha para que puedan salir íntegras y fácilmente. Las muestras para estudios histopatológicos no necesitan refrigeración y nunca deben congelarse.
5.- Acompañar la muestra con los datos del Paciente y del Propietario junto con una breve historia clínica.
•Muestras Procedentes de Necropsias
En algunas ocasiones para realizar un examen completo post-mortem es necesario complementar histopatología y microbiología. Dado que el tratamiento de las muestras es diferente, a continuación mostramos algunas indicaciones en el proceso de obtención de las muestras.
Selección de las muestras. El clínico realiza la necropsia enviando al laboratorio los órganos que considere más adecuados según lesiones macroscópicas y cuadro clínico.
Las muestras obtenidas para examen bacteriológico deben ser lo más asépticas posibles. Las piezas de los diferentes órganos se introducirán en envases estériles, separados y correctamente identificados.
Para el examen anatomopatológico se pueden enviar los diferentes órganos en el mismo envase.
Tamaño de las piezas. Se recomienda que no sean piezas muy grandes ya que es más fácil que se produzca una incorrecta refrigeración y en lo que respecta al estudio histopatológico, el formol no penetra profundamente en las porciones centrales.
El tamaño de las piezas por lo tanto no debe superar los 2 cm de diámetro. Si son piezas mayores hacer varias porciones del tejido a estudiar.
•Tinciones Especiales
Las muestras pueden obtenerse mediante un hisopo, por raspado o por aspiración mediante una aguja fina.
Si se obtienen con un hisopo, rodar el hisopo sobre un portaobjetos limpio y seco, nunca arrastrar.
Si se realiza mediante un raspado, se requiere una hoja de bisturí que se pasará sobre la zona de la lesión hacia arriba varias veces. El material obtenido sobre la hoja de bisturí se depositará sobre el portaobjetos.
Las muestras obtenidas por punción se expulsan en el extremo del portaobjetos, se toma otro portaobjetos limpio y se coloca sobre su lado más estrecho encima del material extraído a 45°, realizar una extensión del material hacia delante a lo largo del portaobjetos hasta que la capa de células se vuelve más fina y se agota el material. Dejar secar la extensión durante 20 o 30 minutos.
Para la elaboración de frotis, las muestras deben ser extendidas sobre portaobjetos limpios y desengrasados. Se aconseja la confección de más de un frotis. Secar al aire. No refrigerar.
El envío de los portaobjetos se realiza preferiblemente en contenedores especialmente diseñados para ello (plástico duro). Existen otro tipo de transportes pero si no van convenientemente protegidos existe un mayor riesgo de rotura.
•Análisis Clínicos
Estas prácticas pueden realizarse a partir de suero, para lo cual no es necesario la utilización de anticoagulantes. Recuerde que algunas determinaciones pueden realizarse a partir de plasma excepto las siguientes: sodio, potasio, calcio, fosfatasa alcalina, amilasa y ácido úrico.
•Suero
En la mayoría de las pruebas de laboratorio la muestra requerida es suero.
Siempre es recomendable tomar las muestras en ayuno de al menos 8 horas, ya que la lipemia interfiere en gran cantidad de pruebas.
El suero se obtiene por punción venosa y transfiriendo la sangre a un tubo de vidrio ó de plástico, sin anticoagulante dejar a temperatura ambiente hasta que el coágulo esté bien formado y separar el sobrenadante (suero) introduciéndolo en un tubo, donde se enviará la muestra.
Refrigerar a 4°C hasta que se envíe al laboratorio existen unos tubos que contienen una gelatina que permite la separación del coágulo del suero una vez centrifugada la muestra.
Se recomienda esperar a que la sangre esté totalmente coagulada.
•Plasma Heparina/Plasma EDTA
Este tipo de muestra es requerida para algunas pruebas especiales como:
- Calcio iónico (Plasma Heparina)
- ACTH (Plasma EDTA)
- Amoniaco (Plasma EDTA)
Se utiliza un tubo con el anticoagulante específico según la determinación. Una vez homogeneizada la muestra, se centrifuga y se separa el sobrenadante (plasma). Normalmente el plasma obtenido debe congelarse rápidamente por la labilidad de las sustancias a analizar.
•Glucosa Sanguínea
Se recomienda remitir sangre entera anticoagulada con EDTA presente en los tubos con tapa color lila.
Volumen de la muestra: 1 ml, al colocar la sangre homogeneizar suavemente para que entre en contacto con el anticoagulante y refrigerar. Tiempo de conservación 36 horas.
•AQuímica sanguínea:
Extraer 1/2 ml. de sangre sin anticoagulante por cada determinación a efectuar. Mantener refrigerado. Remitir dentro de las 24 horas de extraída la muestra.
•Determinación de Bilirrubinas:
Extraer 2-3 ml. de sangre sin anticoagulante y protegerlo de la luz. Refrigerar y enviar la muestra en el día.
•Glucemia:
Extraer 1 ml. de sangre con anticoagulante, usando como tal el Fluoruro de sodio. Refrigerar y enviar la muestra en el día. Si el procesamiento se realiza después de 2 horas la parte líquida se debe separar del coágulo formado y pasarse a otro tubo sin anticoagulante (obtener mínimo 0.5 ml. de suero) se separa debido a que el contacto prolongado de los eritrocitos del coágulo con el suero disminuye la concentración de glucosa a un ritmo de casi 10% por hora.
•Endocrinología
La recolección de la sangre se hace preferentemente en tubos vacutainer sin anticoagulante. El sitio de punción para la obtención de la sangre depende del tamaño del animal, en animales grandes se realiza en las venas cefálicas y en animales pequeños de la vena yugular. Se debe permitir mínimo 3 ml. de sangre ya que en animales deshidratados la cantidad de suero obtenido disminuye con relación a la deshidratación.
Se debe permitir que la muestra coagule a temperatura ambiente, ya que la refrigeración de una muestra en proceso de coagulación provoca hemólisis de ésta.
Se debe mantener el tubo a temperatura ambiente en una posición horizontal para que haya retracción del coágulo (que generalmente ocurre después de 30 a 45 minutos) y de esta manera se envía para el procesamiento inmediato, si el procesamiento se realiza después de 2 horas la parte líquida se debe separar del coágulo formado y pasarse a otro tubo sin anticoagulante (obtener mínimo 0.5 ml. de suero).
•Hormonas:
Extraer 2-3 ml. de sangre con o sin anticoagulante. Separar en lo posible el suero o plasma inmediatamente. Es fundamental evitar la hemólisis. Refrigerar. Remitir al laboratorio dentro de las 24 horas de extraída la muestra.
•Parasitología
Recoger heces de 1 o varias deposiciones (estudio seriado) en un frasco limpio y seco bien tapado, sin formol. Conservar en refrigeración (4°C). Recoger la muestra de materia fecal en lo posible tomada del recto; en grandes especies mínimo 10 gr. y en pequeñas especies 2-5 gr.
•Sangre oculta en materia fecal
El paciente debe realizar previamente una dieta durante 3 días carente de hemoglobina y de vitamina C. Realizar una dieta casera, no administrar balanceados. La muestra debe ser colocada en un frasco limpio y seco sin conservantes, colocarla en refrigeración hasta el momento del envío.
•Detección de Parvovirus en materia fecal
Recoger una muestra de heces frescas sin conservantes en frasco limpio, seco y bien tapado. El perro no debe tener más de 5 días de síntomas. Conservar en refrigeración (4°C).
•Análisis funcional de materia fecal
Juntar las deposiciones de 24 horas y colocarlas en un frasco limpio y seco, sin ningún tipo de conservante. Previamente el animal debe hacer una dieta de tres días sin comer ningún derivado de la carne (ni roja, ni pollo, ni pescados). En esos días deberá comer una mezcla de hidratos de carbono, lácteos, verduras y una cucharada sopera de aceite de maíz en cada comida. Al tercer día juntar el material, hasta el momento de remitirlo debe conservarse en refrigeración sin ningún tipo de conservador.
•Coproparasitarios
1.- Con un guante introducir la mano en el recto del animal y estimular mediante masaje el esfínter anal.
2.- Cuando se haya obtenido la cantidad suficiente (20 a 40 g) reversar el guante hacia dentro y cerrarlo. Enviar la muestra refrigerada al laboratorio en menos de 4 horas.
Cuando se requiera evaluar el estado de infestación de un grupo de animales, debe tomarse un "pool" de muestras por edad. En éste caso, se colectarán pequeñas muestras de heces tomadas al azar. Cada pool debe corresponder a un solo grupo de edad.
•Muestra de ectoparásitos
•Garrapatas
1.- Se toma el cuerpo de la garrapata con los dedos índice y pulgar procurando llevar la uña del pulgar hasta el órgano de fijación de la garrapata (hipostoma).
2.- Ejercer ligeras presiones y pequeños movimientos en todos los sentidos hasta que la garrapata se desprenda (en lugar de los dedos puede utilizarse una pinza de disección).
3.- Colocar las garrapatas recolectadas en un frasco con alcohol al 70%.
4.- Rotular y enviar al laboratorio para su identificación.
•Ácaros
1.- Utilizando una gasa embebida en glicerina y sostenida por una pinza, limpiar la zona, separando las costras poco adheridas y las escamas que se encuentran sobre o alrededor de la lesión que se va a investigar.
2.- Hacer un doblez en la piel del animal a nivel del área sospechosa y colocar una gota de glicerina o aceite mineral.
3.- Con la hoja de bisturí raspar la parte superior del doblez varias veces hasta lograr algo de sangrado en la zona.
4.- Transferir el raspado a un recipiente estéril y enviar al laboratorio.
Nota: Al enviar material para diagnóstico, tomar en cuenta que los raspados deben hacerse cerca de los bordes de las lesiones activas, evitando incluir costras secas, pelos o lana.
•Tricografías
Extraer los pelos con una pinza hemostática y depositarlos sobre un portaobjetos sin desarmar el mechón. Cubrir con otro portaobjetos y sellar con tela adhesiva.
•Tipos de muestras según el análisis requerido
Hemograma completo: extraer 5 ml. de sangre con anticoagulante, usando para tal fin EDTA. En el caso de solicitar Eritrosedimentación extraer 2 ml. más con el mismo anticoagulante. Refrigerar y remitir dentro de las 24 horas de extraída la muestra.
Recuento absoluto de eosinófilos: extraer 2-3 ml de sangre con anticoagulante, usando como tal EDTA. En el caso de solicitar este examen junto con el hemograma completo es suficiente con la sangre extraída para el hemograma. Refrigerar.
Diagnóstico de hemoparásitos: remitir dos ó tres frotis delgados de sangre capilar, obtenida por punción de la vena marginal de la oreja. No refrigerar. O también extraer 2-3 ml de sangre con anticoagulante, usando como tal EDTA.
Tiempo de Protrombina, Tiempo de Tromboplastina Parcial Activado (APTT) y dosaje de factores: extraer 2-3 ml. de sangre con anticoagulante Citrato de sodio. Utilizar 2 gotas de anticoagulante por cada ml de sangre a extraer. Separar el plasma inmediatamente y refrigerar. No utilizar material de vidrio para la extracción ni para remitir la muestra.
Recuento absoluto de plaquetas: extraer 2-3 ml. de sangre con anticoagulante EDTA en tubos plásticos. Mantener refrigerado. Remitir dentro de las 24 horas de obtenida la muestra. No utilizar material de vidrio para la extracción ni para remitir la muestra.
•Para estudios químicos o serológicos
1.- Extraer 7 ml de sangre con un tubo sin anticoagulante (Vacutainner tapa roja).
2.- Evitar mover el tubo, dejarlo a temperatura ambiente en un ángulo de 30 grados hasta formarse el coágulo (30 minutos aproximadamente).
3.- Identificar y llevar al laboratorio en un tiempo no mayor de 2 horas.
4.- Si el tiempo de llegada al laboratorio fuese mayor a 2 horas, mantener la muestra refrigerada en forma vertical y preferentemente separar el suero.
5.- No congelar.
Envío: Para envió lo recomendable es separar por medio de centrifugación el suero del coágulo para evitar que el suero presente hemólisis. Si esto no es posible enviarlo después de la toma en hielera con refrigerantes.
•Muestras para virología
El diagnóstico de enfermedades virales en términos generales puede requerir de suero (sangre sin anticoagulante), con el fin de llevar a cabo pruebas serológicas.
Contenedor: Tubo sin conservadores (Tubo vacutainer tapón rojo).
Volumen mínimo: 2 ml.
Envío: hielera con refrigerantes.
Mandar anexa relación de estudios para cada tubo
•Suero
En la mayoría de las pruebas de laboratorio la muestra requerida es suero. Siempre es recomendable tomar las muestras en ayuno de al menos 8 horas. La lipemia interfiere en gran cantidad de pruebas.
- El suero se obtiene por punción venosa y transfiriendo la sangre a un tubo de vidrio preferiblemente o de plástico, sin anticoagulante.
- Dejar a temperatura ambiente hasta que el coágulo esté bien formado y separar el sobrenadante (suero) introduciéndolo en un tubo, donde se enviará la muestra.
- Refrigerar a 4°C hasta que se envíe al laboratorio.
- Existen unos tubos que contienen una gelatina que permite la separación del coágulo del suero una vez centrifugada la muestra. Se recomienda esperar a que la sangre esté totalmente coagulada.
